Anatomie ultrastructurale des méninges spinales et des structures associées - NYSORA | NYSORA

Anatomie ultrastructurale des méninges spinales et des structures associées

Miguel A. Reina, Carlo D. Franco, Alberto Prats-Galino, Fabiola Machés, Andrés López et José A de Andrés

INTRODUCTION

Des recherches récentes sur l'ultrastructure du sac dural rachidien humain et son contenu ont amélioré notre compréhension de la microstructure de la dure-mère, de la couche arachnoïdienne, de l'arachnoïde trabéculaire, de la pie-mère et des poignets des racines nerveuses. Ce chapitre passe en revue les concepts nouveaux et traditionnels concernant ces structures et discute de leurs implications cliniques possibles. La distribution de la graisse épidurale et son rôle possible dans la disposition et la cinétique des injections neuraxiales sont également discutés.

SAC DURAL

Le sac dural entoure la moelle épinière à l'intérieur de la colonne vertébrale. Il sépare l'espace épidural de l'espace sous-arachnoïdien, se terminant à la deuxième vertèbre sacrée. De forme idéalisée, le sac dural est cylindrique, son épaisseur variant d'environ 1 mm dans la région cervicale et s'amincissant progressivement au fur et à mesure de sa descente (Chiffres 1 et un 2). Dans la région lombaire, l'épaisseur du sac dural atteint 0.3 mm, bien que les mesures prises de face ou de face puissent varier quelque peu même au même niveau vertébral. La dure-mère est la couche la plus externe du sac dural et est responsable de 90% de son épaisseur totale. Cette structure fibreuse, bien que perméable, fournit en quelque sorte une protection mécanique à la moelle épinière et à ses éléments nerveux. Les 10% internes du sac dural sont formés par la couche arachnoïdienne, qui est une lame cellulaire qui ajoute peu de résistance mécanique supplémentaire.

FIGURE 1. Sac dural humain. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López García A, de Andrés JA, et al : Variation de l'épaisseur du sac dural. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1999 Oct ;46(8):344-349.)

FIGURE 2. Sac dural humain et extrémité de la moelle épinière. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Pulido P, López A. El saco dural humano: Rev Arg Anestesiol. 2007; 65:167-184.)

DURE-MÈRE

La dure-mère comprend environ 80 lames concentriques (Figure 3). Chaque lamelle durale a une épaisseur d'environ 5 μm et se compose de lamelles plus fines contenant principalement des fibres de collagène (Chiffres 4 et un 5). Les fibres de collagène sont orientées dans des directions différentes mais toujours dans le plan concentrique de la lame durale ; par conséquent, ils ne se croisent pas entre les lames. Chaque fibre de collagène a une surface lisse et mesure environ 0.1 μm (Figure 6). Les fibres élastiques sont moins nombreuses, mesurant 2 μm de diamètre, et ont une surface plus rugueuse que celle des fibres de collagène (Figure 7).

FIGURE 3. Épaisseur du sac dural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×300. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Dittmann M, López A, et al : Nouvelles perspectives dans la structure microscopique de la dure-mère humaine dans la région dorso-lombaire. Reg Anesth. 1997 mars-avril ;22(2):161-166. )

FIGURE 4. Épaisseur partielle du sac dural. Détails des lames durales. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×4,000 1996. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López A, Dittmann M, et al : Structure de l'épaisseur de la dure-mère humaine par microscopie électronique à balayage. Rev Esp Anestesiol Reanim. 43 Avr;4(135):137-XNUMX.)

FIGURE 5. Épaisseur partielle du sac dural. Détails des lames durales. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×20,000 2002. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; XNUMX.)

FIGURE 6. Fibres de collagène dans l'épaisseur du sac dural. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×50,000 2002. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; XNUMX.)

Contrairement à la description classique des fibres à l'intérieur des lames durales étant disposées longitudinalement et parallèlement au grand axe de la colonne vertébrale, les fibres sont en fait réparties de manière multidirectionnelle au hasard à l'intérieur de chacune des lames durales concentriques (Chiffres 8 à 10). Des mastocytes et des macrophages sont également présents dans la dure-mère (Chiffres 11 et un 12).

FIGURE 7. Fibres élastiques du sac dural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×7000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López A, Dittmann M, et al : Surface externe et interne de la dure-mère humaine par microscopie électronique à balayage. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1996 Apr ;43(4):130-4.)

FIGURE 8. Détail de la surface épidurale du sac dural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×6500. (Reproduit avec la permission de Dittmann M, Reina MA, López A : Neue ergebnisse bei der darstellung der dura mater spinalis mittles rasterelektronenmikroskopie. Anesthesist. 1998 May ;47(5):409-413.)

FIGURE 9. Détail de la surface épidurale du sac dural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×1000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López A, Dittmann M, et al : Surface externe et interne de la dure-mère humaine par microscopie électronique à balayage. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1996 Apr ;43(4):130-4.)

FIGURE 10. Fibres de collagène et élastiques dans l'épaisseur du sac dural. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×7,000 2002. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; XNUMX.)

FIGURE 11. Mastocyte dans l'épaisseur de la dure-mère. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×15,000 2007. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Pulido P, López A. El saco dural humano: Rev Arg Anestesiol. 65;167:184-XNUMX.)

FIGURE 12. Macrophage dans l'épaisseur de la dure-mère. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×7000. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; 2002.)

COUCHE ARACHNOÏDE

Classiquement, la couche arachnoïdienne est décrite comme une fine membrane en contact étroit mais non adhérente à la surface interne de la dure-mère. Des recherches récentes ont cependant déterminé qu'il n'y avait pas d'espace entre la dure-mère et la couche arachnoïdienne (voir espace sous-dural). La couche arachnoïdienne est semi-perméable et sert de barrière pour limiter le passage des substances à travers le sac dural (Chiffres 13 et un 14). Son épaisseur est d'environ 50-60 μm (Chiffres 15 et un 16). À l'intérieur, les cellules arachnoïdiennes se lient fortement par des jonctions membranaires spécifiques d'une épaisseur d'environ 10 à 15 μm. Les fibres de collagène au centre de la couche arachnoïdienne renforcent le limbe et améliorent sa résistance mécanique. Des cellules neurothéliales plates et allongées occupent la partie externe de la couche. Arracher la couche arachnoïdienne expose l'espace sous-dural. Les cellules neurothéliales peuvent être trouvées attachées soit à la surface interne de la dure-mère, soit à la surface externe de la couche arachnoïdienne (Figure 17).

FIGURE 13. Dissection du sac dural humain. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Pulido P, López A. El saco dural humano. Rev Arg Anestesiol. 2007; 65:167-184.)

FIGURE 14. Dissection du sac dural humain. La dure-mère est ouverte ; la couche arachnoïdienne est fermée. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Pulido P, López A. El saco dural humano. Rev Arg Anestesiol. 2007; 65:167-184.)

Bloc NEURAXIAL ET LÉSIONS DURALES

Percer le sac dural lors d'un bloc sous-arachnoïdien provoque une perturbation mécanique à la fois de la dure-mère et de la couche arachnoïdienne. La section transversale du site de ponction produit par une aiguille de calibre 25 est similaire, que l'aiguille ait une pointe de crayon ou une extrémité coupante. Cependant, la morphologie de la lésion varie en fonction de la conception de la pointe de l'aiguille. Les aiguilles à pointe de crayon produisent une lésion plus importante et plus rugueuse des fibres durales, tandis que les aiguilles coupantes produisent une lésion en forme de U ou un rabat ressemblant au couvercle ouvert d'une boîte de conserve (Chiffres 8 à 31).

Lors de l'utilisation d'aiguilles coupantes (biseau long), l'orientation du biseau (par exemple, parallèle ou perpendiculaire à l'axe principal du cordon) n'affecte pas de manière significative la taille ou la morphologie des lésions de la dure-mère et de la lame arachnoïdienne (voir Figure 24). La lésion que l'aiguille produit dans le sac dural a deux composants, dural et arachnoïdien. On pense que le composant arachnoïdien est vital pour limiter les fuites de liquide céphalo-rachidien de l'espace sous-arachnoïdien vers l'espace épidural. Par conséquent, la taille et la morphologie des lésions arachnoïdiennes semblent être plus importantes pour le scellement laminaire et les fuites cérébrospinales que la taille et la morphologie des lacérations durales.

On pense que l'incidence de la céphalée post-ponction durale (PDPH) est affectée par le type d'aiguille utilisée (pointe de crayon contre coupe) et du biseau. La croyance traditionnelle selon laquelle les aiguilles coupantes entraînent des lésions durales plus importantes (déchirures) a été établie dans les années 1940 et peut avoir été la conséquence des imperfections de la conception des aiguilles de cette époque. Les aiguilles modernes, cependant, produisent une lésion propre en forme de U ou un rabat ressemblant au couvercle ouvert d'une boîte de conserve (voir Figure 24).

Après le retrait de l'aiguille, le lambeau en forme de U a tendance à revenir à sa position d'origine en raison de la pression du liquide céphalo-rachidien et des propriétés élastiques de la dure-mère. L'orifice dural est presque complètement obturé après environ 15 minutes. D'autre part, les lésions produites par les aiguilles à pointe de crayon impliquent une lésion plus complexe avec déchirure, section et séparation des fibres. L'étendue de la lésion durale causée par une aiguille dépend de plusieurs facteurs, notamment le diamètre externe de l'aiguille, les mécanismes d'étanchéité dural et arachnoïdien, la conception de la pointe de l'aiguille et la qualité de fabrication de l'aiguille. Des aiguilles ayant la même conception de pointe mais des méthodes de fabrication différentes peuvent ne pas avoir la même qualité de surface et peuvent contenir des microfractures ou des imperfections, entraînant des déchirures plus ou moins étendues de la fibre durale et des lésions résiduelles.

FIGURE 15. Cellules arachnoïdiennes dans l'épaisseur de la couche arachnoïdienne. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×40,000 XNUMX.

FIGURE 16. Cellules arachnoïdiennes dans l'épaisseur de la couche arachnoïdienne. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×4400. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; 2002.)

FIGURE 17. Surface interne de la dure-mère. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×1100. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Dittmann M, López A, et al : Nouvelles perspectives dans la structure microscopique de la dure-mère humaine dans la région dorso-lombaire. Reg Anesth. 1997 mars-avril ;22(2):161-166. )

FIGURE 18. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille de Quincke 25-G. Surface péridurale. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×150. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A, et al : Cefalea pospuncion dural : Ultraestructura de las lesions durables y abuja's spindles usages en las punciones lumbers. Rev Arg Anesthesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6- 26)

FIGURE 19. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille de Quincke 25-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 20. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 25-G. Surface péridurale. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López-García A, de Andrés-Ibáñez JA, et al : microscopie électronique des lésions produites dans la dure-mère humaine par les aiguilles biseautées Quincke et Whitacre. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1997 février ; 44 ( 2):56-61.)

FIGURE 21. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 25-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López-García A, de Andrés-Ibáñez JA, et al : microscopie électronique des lésions produites dans la dure-mère humaine par les aiguilles biseautées Quincke et Whitacre. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1997 février ; 44 ( 2):56-61.)

FIGURE 22. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 25-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, De Leon Casasola OA, et al : Une étude in vitro des lésions durales produites par microscopie électronique à balayage. Reg Anesth Pain Med. 2000 Jul-Aug;25(4):393-402.)

FIGURE 23. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille de Quincke 22-G. Surface péridurale. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×80. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 24. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille de Quincke 22-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×100. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; 2002.)

FIGURE 25. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 27-G. Surface péridurale. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 26. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 27-G. Surface péridurale. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 27. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 27-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 28. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Whitacre 27-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 29. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille de Quincke 29-G. Surface péridurale. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

FIGURE 30. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille de Quincke 29-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×200. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.

FIGURE 31. Lésion dure-arachnoïdienne réalisée avec une aiguille Tuohy 17-G. Surface arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×50. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Castedo J, López A. Cefalea pospunción dural : Ultraestructura de las lesiones durales y agujas espinales usadas en las punciones lumbares. Rev Arg Anestesiol. 2008 Jan-Mar 66(1):6-26.)

 

La déformation de l'aiguille vertébrale causée par des contacts avec des os vertébraux ou d'autres structures résistantes au cours de la procédure neuraxiale peut également augmenter la taille de la lésion durale. Une introduction iatrogène de fragments de peau dans l'espace sous-arachnoïdien peut également se produire.

MAUX DE TÊTE POSTDURAUX ET TYPE D'AIGUILLES

L'étiologie de la PDPH est multifactorielle. Alors que le chapitre spécifique sur la PDPH se concentre sur la physiopathologie, la prévention et le traitement, cette section se concentre sur les facteurs anatomiques et liés à l'équipement qui peuvent influencer l'apparition et la gravité de la PDPH. Au départ, on pensait que les aiguilles à pointe de crayon entraînaient des perforations moins traumatisantes du sac dural. Au fur et à mesure que la morphologie des lésions durales était mieux connue, d'autres explications ont été proposées. Des études microscopiques des lésions produites par les aiguilles rachidiennes ont montré que les aiguilles à pointe de crayon produisent une lésion de type "éclatement" avec des dommages importants aux fibres. Cependant, la déchirure accrue des fibres produite par les aiguilles à pointe de crayon peut favoriser une plus grande réponse inflammatoire aux bords de la lésion qui, paradoxalement, entraîne une occlusion plus précoce et une incidence plus faible de PDPH. Les aiguilles coupantes, en revanche, produisent une déchirure « plus propre » de la dure-mère avec moins de réponse inflammatoire, ce qui retarde l'étanchéité de la ponction, ce qui pourrait augmenter l'incidence des céphalées rachidiennes.

Une pointe d'aiguille émoussée après avoir heurté un os peut endommager davantage les fibres. La déformation de la pointe dépend de l'angle de collision et de la force appliquée. Les aiguilles coupantes sont particulièrement sensibles à la déformation de la pointe de l'aiguille après avoir heurté l'os, contrairement aux aiguilles à pointe de crayon. Cependant, parce que les études PDPH impliquent généralement de nombreux anesthésistes et différentes techniques, l'impact définitif de la déformation de l'aiguille sur PDPH est difficile à étudier et reste à ce stade seulement hypothétique.

Comme mentionné, la lésion durale produite par l'aiguille spinale a deux composants, une lésion de la dure-mère et une lésion de la couche arachnoïdienne. Bien que le composant externe ou dural du sac fournisse une résistance mécanique, il n'est pas suffisamment élastique pour empêcher les fuites de liquide céphalo-rachidien. En revanche, la lésion interne ou arachnoïdienne peut se rétracter pour refermer le défect créé par l'introduction de l'aiguille dans l'espace sous-arachnoïdien et empêcher la fuite de liquide céphalo-rachidien. Étant donné que la composante arachnoïdienne est probablement plus importante dans la physiopathologie de la PDPH que la dure-mère elle-même, ces lésions doivent être qualifiées de lésions «dura-arachnoïdiennes».

ARACHNOÏDE TRABÉCULAIRE

L'arachnoïde est constitué de deux couches, l'arachnoïde trabéculaire et l'arachnoïde. L'arachnoïde trabéculaire fusionne avec le plan cellulaire de la pie-mère et émet des projections vers toutes les structures qui traversent l'espace sous-arachnoïdien, y compris les vaisseaux sanguins et les racines nerveuses. Les projections qui recouvrent les racines nerveuses sont appelées gaines arachnoïdiennes (Chiffres 32 à 40).

Lors des mouvements, ces gaines stabilisent et empêchent les mouvements excessifs des racines nerveuses à l'intérieur du sac dural. Cependant, les gaines confèrent peu de protection mécanique contre les traumatismes. Les caractéristiques des gaines arachnoïdiennes de la queue de cheval sont variables; certains sont lâches, tandis que d'autres sont formés par des plans superposés des mêmes composants avec un aspect plus compact. L'épaisseur d'une gaine arachnoïdienne varie de 10 à 60 μm. Dans certains cas, une ou plusieurs racines nerveuses sont enveloppées par une seule gaine arachnoïdienne, et dans d'autres, la racine nerveuse n'a pas de gaine du tout.

FIGURE 32. Couche arachnoïdienne trabéculaire. Les projections de l'arachnoïde trabéculaire qui recouvrent les racines nerveuses sont appelées gaines arachnoïdiennes. LCR = liquide céphalo-rachidien. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×100. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López A, De Andrés JA : Hypothèse concernant les bases anatomiques du syndrome de la queue de cheval et de l'irritation transitoire des racines nerveuses après rachianesthésie. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1999 Mar ;46(3):99-105. )

LES GAINES ARACHNOÏDES DES RACINES NERVEUSES ET LEUR RÔLE POTENTIEL DANS LES LÉSIONS NERVEUSES

Certains cas de syndrome de la queue de cheval et de syndrome neurologique transitoire pourraient s'expliquer par l'existence de gaines arachnoïdiennes entourant les racines nerveuses dans le sac dural et le fait que des aiguilles ou des (micro)cathéters peuvent y être insérés. Une solution anesthésique accidentellement injectée dans la gaine arachnoïdienne d'un nerf rachidien peut ne pas être diluée par le liquide céphalo-rachidien environnant, exposant ainsi la racine nerveuse à une concentration anesthésique plus élevée que prévu. Par conséquent, la concentration de l'anesthésique local pourrait être plus élevée (par exemple, 20 à 25 fois) par rapport à la concentration de l'anesthésique dans le reste du sac dural.

Une concentration aussi élevée d'anesthésique local à l'intérieur de la gaine arachnoïdienne pourrait avoir des effets délétères sur les racines nerveuses, contrairement à une injection typique de la même solution anesthésique à l'intérieur du sac dural mais à l'extérieur de la gaine arachnoïdienne. Parce qu'il faut du temps pour établir l'équilibre à l'intérieur et à l'extérieur de la gaine, une lésion nerveuse pourrait se développer sans traumatisme direct à l'aiguille. Les injections d'anesthésique local à travers un microcathéter dans ces gaines arachnoïdiennes pourraient être plus dévastatrices qu'une seule injection. En effet, l'injection d'un seul grand volume finirait par être diluée par une fuite à l'extérieur de la gaine, alors que des doses répétées de petits volumes pourraient être plus susceptibles d'entraîner une neurotoxicité en raison de l'exposition continue ou répétée à une concentration élevée d'anesthésiques locaux. Le syndrome d'irritation transitoire des racines et le syndrome de la queue de cheval peuvent refléter différents degrés de lésions nerveuses liés à la concentration de l'anesthésique local et à la durée de l'exposition. L'injection d'anesthésique local à l'intérieur des gaines arachnoïdiennes dans des zones proches de la moelle épinière ou du cône médullaire peut affecter plusieurs racines nerveuses, tandis que l'injection dans des zones plus distales peut affecter des racines nerveuses uniques.

FIGURE 33. Couche arachnoïdienne trabéculaire. Détail des gaines arachnoïdiennes. LCR = liquide céphalo-rachidien. La microscopie électronique à balayage. Grossissement x500. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; 2002.)

FIGURE 34. Racine nerveuse et gaine arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×60. (Reproduit avec la permission de Torres LM: Textbook of Anesthesia and Pain Management. Aran Ed; 2001.)

FIGURE 35. Racine nerveuse et gaine arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×80. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, López A : Aracnoides trabecular, piamadre espinal humana y anestesia subaracnoidea, Rev Arg Anestesiol 2008 ;66 : 111–133.)

FIGURE 36. Racine à quatre nerfs et ses gaines arachnoïdiennes. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×100. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López A, De Andrés JA : Hypothèse concernant les bases anatomiques du syndrome de la queue de cheval et de l'irritation transitoire des racines nerveuses après rachianesthésie. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1999 Mar ;46(3):99-105. )

FIGURE 37. Moelle épinière humaine et couche d'arachnoïde trabéculaire. LCR = liquide céphalo-rachidien. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×40. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Machés F, López A, et al : L'ultrastructure de l'arachnoïde spinal chez l'homme et son impact sur la rachianesthésie, le syndrome de la queue de cheval et le syndrome neurologique transitoire. Tech Reg Anesth Pain Management. 2008 juillet ; 12(3):153-160.)

FIGURE 38. Vaisseau sous-arachnoïdien et couche arachnoïdienne trabéculaire. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×120. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; 2002.)

FIGURE 39. Racine nerveuse et gaine arachnoïdienne. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×100. (Reproduit avec la permission de Torres LM: Textbook of Anesthesia and Pain Management. Aran Ed; 2001.)

FIGURE 40. Détail de la couche arachnoïdienne trabéculaire. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×5000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, López A: Aracnoides trabecular, piamadre espinal humana y anestesia subaracnoidea. Rev Arg Anestesiol. 2008;66:111–133.)

PIA MATER

La structure de la pie-mère comprend une couche cellulaire et un compartiment sous-pial (Chiffres 41 et un 42). La couche cellulaire est constituée de cellules piales plates et superposées d'aspect lisse et brillant (Figure 43). Son épaisseur est de 3 à 5 cellules piales (10–15 μm) au niveau médullaire (Chiffres 44 à 46) et 2 à 3 cellules (3–4 μm) au niveau de la racine nerveuse. La substance fondamentale amorphe se trouve autour des cellules piales et les cellules mesurent en moyenne 0.5 à 1 μm.

Le compartiment sous-pial contient de grandes quantités de fibres de collagène, une substance fondamentale amorphe, des fibroblastes et un petit nombre de macrophages et de vaisseaux sanguins. Le compartiment sous-pial est enfermé entre la couche cellulaire piale et une membrane basale en contact avec les cellules neurogliales.

Le compartiment sous-pial des vertèbres thoraciques basses a une épaisseur de 130 à 200 μm; ici, les variations de mesures sont plus importantes que dans la couche cellulaire piale (voir Chiffres 41 et un 42). Au niveau du cône médullaire, l'épaisseur de la pie-mère est réduite à 80–100 μm ; son épaisseur continue de diminuer à seulement 50–60 μm aux origines de la queue de cheval. Au niveau de la racine nerveuse, l'épaisseur du compartiment sous-pial est de 10 à 12 μm.

FIGURE 41. Pie-mère humaine et moelle épinière. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×70. (Reproduit avec l'autorisation de Reina MA, De Leon Casasola O, et al : découvertes ultrastructurales dans la pie-mère de la colonne vertébrale humaine en relation avec l'anesthésie sous-arachnoïdienne. Anesth Analg. 2004 May ;98(5):1479-1485.)

Au niveau du cône médullaire, il existe des perforations ou des fenestrations circulaires, ovoïdes ou elliptiques sur toute la surface de la couche cellulaire de la pie-mère (Chiffres 47 à 49). Bien que la taille de ces fenestrations varie, la plupart mesurent 12 à 15 μm de longueur et 4 à 8 μm de largeur. Au niveau de la racine nerveuse, la pie-mère présente des fenestrations similaires mais de plus petite taille (1–4 μm) (Figure 50).De nombreux macrophages entourent les cellules piales. Les macrophages diffèrent des cellules piales en ce qu'ils manquent de longs processus cytoplasmiques, contenant des inclusions liées à la membrane et un nombre variable de vacuoles, en particulier dans les zones périphériques de leur cytoplasme. Les macrophages et autres cellules inflammatoires observées dans la pie-mère pourraient provenir de vaisseaux sanguins sous-piaux et sous-arachnoïdiens ou de cellules piales immatures à la suite d'un stimulus inconnu. Les fenestrations trouvées dans la pie-mère semblent être associées à la migration de certaines cellules piales immatures dans le cadre d'une réponse inflammatoire.

FIGURE 42. Pie-mère humaine et compartiment sous-pial. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×100. (Reproduit avec la permission de Raj P : Textbook of Regional Anesthesia. Philadelphie : Churchill Livingstone ; 2002.)

FIGURE 43. Détail de la pie-mère. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×500. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Wikinski J, De Andrés JA : Una rara complicación de la anestesia epidural y subaracnoidea. Tumores epidermoideos espinales iatrogénicos. Rev Arg Anestesiol. 2008;66:319-336.)

FIGURE 44. Pie-mère humaine. Détail des cellules piales. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×12,000 2008. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Wikinski J, De Andrés JA : Una rara complicación de la anestesia epidural y subaracnoidea. Tumores epidermoideos espinales iatrogénicos. Rev Arg Anestesiol. 66;319:336-XNUMX.)

FIGURE 45. Détail des cellules piales. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×12,000 2008. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Wikinski J, De Andrés JA : Una rara complicación de la anestesia epidural y subaracnoidea. Tumores epidermoideos espinales iatrogénicos. Rev Arg Anestesiol. 66;319:336-XNUMX.)

FIGURE 46. Détail des cellules macrophages de la pie-mère spinale. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×12,000 2008. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Wikinski J, De Andrés JA : Una rara complicación de la anestesia epidural y subaracnoidea. Tumores epidermoideos espinales iatrogénicos. Rev Arg Anestesiol. 66;319:336-XNUMX.)

LIGAMENTS DU SAC DURAL

L'espace épidural contient des formations fibreuses qui traversent et ancrent le sac dural au canal vertébral. Ces formations de tissu conjonctif sont appelées ligaments méningo-vertébraux antérieur, latéral et postérieur (Chiffres 51 et un 52). Le ligament méningo-vertébral antérieur, qui relie le sac dural au ligament longitudinal postérieur de la colonne vertébrale, est plus compact. Chez certains patients, des lambeaux fibreux qui fixent le sac dural au ligament longitudinal postérieur peuvent diviser incomplètement l'espace épidural antérieur. Les ligaments antérieurs s'étendent de C7 à L5 avec une orientation craniocaudale et acquièrent une orientation transversale au niveau thoracique T8–9. La longueur de ces ligaments varie d'environ 0.5 à 29 mm. Dans le canal sacré, les ligaments s'épaississent pour former un septum médial perforé, le "ligament sacré antérieur de Trolard". Le ligament méningo-vertébral latéral et le ligament méningo-vertébral postérieur (« Giorda-lengo ») sont plus fins et n'affectent pas la circulation des fluides injectés dans l'espace épidural. La « plica mediana dorsalis » est une structure fibreuse longitudinale et discontinue qui se trouve dans la région sagittale médiane le long de l'espace épidural postérieur, en particulier dans la région lombaire.

FIGURE 47. Fenestrations dans la pie-mère humaine du cône médullaire. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×1000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López García A, de Andrés JA : Description anatomique d'une perforation naturelle présente dans la pie-mère lombaire humaine. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1998;45:4-7.)

FIGURE 48. Fenestrations dans la pie-mère humaine du cône médullaire. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×2000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López García A, de Andrés JA : Description anatomique d'une perforation naturelle présente dans la pie-mère lombaire humaine. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1998;45:4-7.)

FIGURE 49. Détail de la fenestration dans la pie-mère humaine. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×1500. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López García A, de Andrés JA : Description anatomique d'une perforation naturelle présente dans la pie-mère lombaire humaine. Rev Esp Anestesiol Reanim. 1998;45:4-7.)

FIGURE 50. Fenestrations dans la pie-mère humaine de la racine nerveuse. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×6000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, López A: Aracnoides trabecular, piamadre espinal humana y anestesia subaracnoidea. Rev Arg Anestesiol. 2008;66:111–133.)

 

GRAISSE ÉPIDURALE

La graisse épidurale s'étend latéralement vers le site où les facettes articulaires et le ligament jaune se rencontrent. Située entre les arcs vertébraux et les foramens intervertébraux, la graisse s'enroule autour des racines nerveuses à l'intérieur des gaines durales mais sans y adhérer. Cela permet le déplacement de la dure-mère dans le canal vertébral lors de la flexion/extension. La graisse épidurale adhère sur la ligne médiane en arrière par un pédicule vasculaire à un point où les parties droite et gauche du ligament jaune se rencontrent. La quantité de graisse épidurale postérieure augmente caudalement, de L1–2 à L4–5, et peut atteindre 16–25 mm. Sa largeur augmente également dans la direction craniocaudale de 6 mm au niveau de l'espace L1–2 à 13 mm dans l'espace L4–5. Le pédicule de la graisse épidurale postérieure correspond topographiquement à la plica mediana dorsalis.

Les amas graisseux épiduraux sont en contact avec la face postérieure du sac dural et la lame vertébrale mais n'adhèrent qu'au pédicule vasculaire. En ce qui concerne la partie postérieure, la graisse épidurale est homogène et n'est pas séparée par des cloisons fibreuses ; latéralement, la graisse épidurale apparaît divisée. Parfois, un plan septal s'étend entre la sortie de la racine nerveuse au niveau de la lame vertébrale et le ligament longitudinal postérieur. En regardant vers l'avant, la dure-mère rejoint le canal vertébral à la hauteur des disques. C'est dans cette région épidurale antérieure que se trouvent les vaisseaux veineux antérieurs.

FIGURE 51. Espace péridural. Formations fibreuses qui traversent l'espace épidural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×30. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Pulido P, López A. El saco dural humano. Rev Arg Anestesiol. 2007;65:167-184.)

FIGURE 51. Espace péridural. Formations fibreuses qui traversent l'espace épidural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×30. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Pulido P, López A. El saco dural humano. Rev Arg Anestesiol. 2007;65:167-184.)

 

CARACTÉRISTIQUES DE LA GRAISSE ÉPIDURALE DANS LES RÉGIONS CERVICALE, THORACIQUE, LOMBAIRE ET SACREE

La distribution de la graisse péridurale est variable le long du canal rachidien, mais elle a tendance à être plus cohérente à différents niveaux vertébraux. Par exemple, au niveau cervical, le tissu adipeux est absent ou quasi inexistant et forme parfois un petit dépôt postérieur visible sur les coupes axiales d'imagerie par résonance magnétique (C7 à T1), avec une intensité de signal accrue sur les séquences pondérées en T1. La graisse péridurale ne se trouve généralement pas dans les régions antérieure et latérale. Au niveau thoracique, la graisse épidurale forme une large bande postérieure avec des « indentations ». Cette bande s'épaissit autour de l'espace intervertébral et autour du disque intervertébral, s'amincit au niveau des corps vertébraux et près de la base des apophyses rachidiennes de chaque vertèbre. Dans la région thoracique moyenne supérieure (T1–7), la graisse épidurale suit un schéma continu avec des indentations plus évidentes, tandis que dans la région thoracique inférieure (T8–12), la graisse épidurale devient discontinue.

Au niveau lombaire, la graisse épidurale des espaces épiduraux antérieur et postérieur reste séparée. La graisse épidurale postérieure est plus proéminente autour des disques de L3–4 et L4–5. Chez certains patients, la graisse épidurale postérieure est en forme de cône, avec l'apex situé à l'arrière. L'épaisseur de la graisse épidurale dans la zone lombaire inférieure occupe environ 32 % du diamètre en coupe transversale du canal vertébral. En dessous de L4–5, le sac dural se termine et le canal sacré commence. Ici, les racines nerveuses sont enveloppées par des manchons duraux et la graisse péridurale est le composant principal des manchons.

La morphologie et la distribution de la graisse épidurale peuvent être altérées dans des conditions pathologiques. La lipomatose épidurale, par exemple, se caractérise par une augmentation du volume de graisse épidurale. Des dépôts graisseux excessifs autour du sac dural peuvent provoquer une compression de la moelle épinière ou des racines nerveuses, entraînant des symptômes neurologiques. Dans la cyphoscoliose, la graisse épidurale est distribuée de manière asymétrique et le tissu adipeux prédomine dans la partie concave de la courbure, tandis que la moelle épinière est déplacée contre l'arc vertébral. Chez les patients présentant une sténose du canal rachidien, la graisse épidurale est généralement absente ou nettement réduite autour de la zone sténosée.

GRAISSE ÉPIDURALE ET PHARMACOCINÉTIQUE DES INJECTÉS ÉPIDURAUX

La distribution de la graisse épidurale dans le canal vertébral lombaire est inégale, étant plus abondante dans la région dorsale que dans les régions ventrale et latérale. La quantité totale, la distribution et la morphologie de la graisse dans l'espace épidural et les manchettes des racines nerveuses affectent la diffusion des substances à travers ces compartiments.

Les modifications de la quantité de graisse péridurale au cours des processus pathologiques peuvent altérer l'absorption des médicaments pendant le bloc épidural. Cependant, même en l'absence de processus pathologiques, des variations locales de la quantité de graisse dans le canal rachidien lombaire pourraient altérer la cinétique des médicaments. Il est possible que des variations de distance entre la graisse et les tissus nerveux voisins affectent la disposition des médicaments injectés et la cinétique des médicaments lipophiles. À l'heure actuelle, cependant, l'impact de l'ultrastructure des manchettes péridurales et radiculaires sur la cinétique des médicaments lors de l'injection péridurale reste incertain.

ESPACE SOUS-DURAL

Contrairement à la description classique d'un "espace sous-dural" entre la dure-mère et l'arachnoïde dorsale, des études ont montré la présence d'un tissu solide mais délicat composé de cellules neurothéliales spécialisées (Figure 53). Les cellules neurothéliales sont également appelées cellules de bordure durale. Ces cellules allongées de forme fusiforme avec des extensions ramifiées sont fragiles et peu cohésives les unes par rapport aux autres (Chiffres 54 et un 55). Les jonctions intercellulaires entre les cellules neurothéliales sont les plus susceptibles de se déchirer, et des fragments cellulaires peuvent être vus à côté des cellules neurothéliales déchirées (Chiffres 56 et un 57). Lorsque la déchirure se produit le long du compartiment sous-dural, de petites fissures fusionnent en plus grandes. De faibles forces de cohésion entre les cellules neurothéliales et le manque de fibres de collagène facilitent l'élargissement d'une fissure, produisant l'impression d'un espace sous-dural. Ainsi, l'espace sous-dural classique apparaît comme un artefact iatrogène.

L'étude de la structure du compartiment sous-dural peut éclairer l'origine des hématomes sous-duraux crâniens et rachidiens associés à l'hypotension du liquide céphalo-rachidien.

Le bloc anesthésique sous-dural, causé par l'injection accidentelle d'un anesthésique local partiellement ou entièrement entre la dure-mère et l'arachnoïde, entraîne une anesthésie rachidienne ou péridurale hautement imprévisible et des complications dues à un bloc de haut niveau imprévu. La dissection des jonctions intercellulaires faibles entre les cellules neurothéliales peut permettre aux fluides injectés de s'accumuler dans l'espace sous-dural. L'étendue du bloc sous-dural est imprévisible car elle dépend du volume d'anesthésique local injecté et de la nature de la dissection (céphalique ou circonférentielle). Si la dissection est principalement céphalique, seuls quelques millilitres de solution anesthésique peuvent bloquer les symptômes cardiorespiratoires.

 

FIGURE 53. Cellules neurothéliales du compartiment sous-dural. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×5000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, De León Casasola OA, et al : L'origine de l'espace sous-dural spinal. Recherche d'ultrastructure. Anesth Analg. 2002 avril ;94(4):991-995.)

FIGURE 54. Cellules neurothéliales du compartiment sous-dural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×3000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, De León Casasola OA, et al : L'origine de l'espace sous-dural spinal. Recherche d'ultrastructure. Anesth Analg. 2002 avril ;94(4):991-995.)

FIGURE 54. Cellules neurothéliales du compartiment sous-dural. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×3000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, De León Casasola OA, et al : L'origine de l'espace sous-dural spinal. Recherche d'ultrastructure. Anesth Analg. 2002 avril ;94(4):991-995.)

MANCHETTES NERVEUSES

Les projections bilatérales du sac dural (matière) sur les racines nerveuses forment les manchettes des racines nerveuses ou les manchons dural (Figure 58). Les extensions latérales de la dure-mère et de la couche arachnoïdienne entourent les racines nerveuses à leur sortie du canal vertébral. Le sac dural peut contenir une certaine quantité de liquide céphalo-rachidien autour de la racine nerveuse. Les manchettes radiculaires nerveuses (manchons) ont des composants cellulaires internes et fibrillaires externes (Figure 59). Les cellules leptoméningées, de nature similaire aux cellules arachnoïdiennes ou piales, forment le composant cellulaire des coiffes radiculaires. Ces cellules sont allongées, plus larges autour du noyau, stratifiées et orientées longitudinalement à l'axe de la racine nerveuse (Figure 60).

Au niveau préganglionnaire, le composant cellulaire d'une coiffe radiculaire a une épaisseur de 5.8 à 13 μm. Ces cellules ont des prolongements cytoplasmiques qui empiètent sur les cellules voisines, laissant peu d'espace extracellulaire. Les unions entre les membranes cellulaires sont du type desmosome et ont des jonctions serrées (Figure 61). Les cellules contiennent des mitochondries dans leur cytoplasme et leur réticulum endoplasmique rugueux. Chaque cellule mesure environ 0.15 à 0.8 μm d'épaisseur aux deux extrémités et 2.2 à 4.9 μm au noyau. Le composant cellulaire est disposé en deux couches concentriques maintenues séparées par des fibres de collagène.

FIGURE 56. Espace sous-dural humain dans les méninges lombaires. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×180. (Reproduit avec la permission de Reina MA, López A, De Andrés JA, Villanueva MC, Cortés L : L'espace sous-dural existe-t-il ? Rev Esp Anestesiol Reanim. 1998 Nov;45(9):367-376.)

 

FIGURE 57 Schéma d'origine de l'espace sous-dural.

 

FIGURE 58. Brassard de racine nerveuse humaine. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, López A, et al : Graisse à l'intérieur de la gaine dural des racines nerveuses lombaires chez l'homme. Rev Esp Anestesiol Reanim. 2007 May ;54(5):297-301.)

Au niveau post-ganglionnaire, le composant cellulaire a 9 à 14 couches concentriques unicellulaires et mesure 18 à 50 μm. Leurs unions sont de type desmosome. La morphologie du composant cellulaire au niveau ganglionnaire montre des changements transitoires tout en conservant bon nombre des caractéristiques présentées au niveau post-ganglionnaire. Le composant cellulaire est constitué de 25 à 30 lames unicellulaires concentriques et a une épaisseur de 55 à 60 μm. Les aspects ultrastructuraux du composant cellulaire aux niveaux pré-, post- et ganglionnaire sont similaires. Les cellules ont un réticulum endoplasmique rugueux largement distribué et certaines contiennent également de grandes vacuoles (0.1 μm) qui occupent près de la moitié de l'espace cytoplasmique. Une structure de type membraneuse trouvée dans leur cytoplasme peut être impliquée dans la production de vésicules (0.05–0.07 μm) nécessaires à la pinocytose. Les fibres de collagène ainsi que les axones myélinisés et non myélinisés sont visibles dans la face interne du plan cellulaire et font partie de la structure fibrillaire endoneurale. Des unions membranaires spécialisées entre les cellules aux niveaux pré-, post- et ganglionnaire assurent un effet barrière, limitant le passage des substances de l'espace épidural vers les axones nerveux.

Le composant fibrillaire réside dans la partie externe de la coiffe radiculaire et a une épaisseur de 100 à 150 μm (Figure 62). Il se compose principalement de fibres de collagène disposées en lamelles concentriques avec de rares fibres élastiques. Un grand nombre d'adipocytes séparent les lames durales en groupes de trois à cinq couches concentriques (Figure 63). La microscopie électronique à balayage montre des adipocytes (Figure 63) s'étendant du sac dural aux ganglions de la racine dorsale. Les adipocytes peuvent être trouvés dépassant de l'intérieur de la paroi construite par le composant fibrillaire, hors de la surface épidurale externe de la coiffe radiculaire (Chiffres 64 et un 65).La partie fibrillaire du sac dural contient environ 80 lames durales avec des fibres de collagène orientées dans différentes directions et peu de fibres élastiques. Son épaisseur varie entre 270 et 350 μm au niveau lombaire. Les adipocytes ne se trouvent pas dans l'épaisseur du sac dural.

FIGURE 59. Brassard de racine nerveuse humaine. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×12. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, Machés F, et al : Ultrastructure of human spinal nerf root cuff in lumbar spine. Anesth Analg. 2008 Jan;106(1): 339-344.)

FIGURE 60. Brassard de racine nerveuse humaine. Détail de la barrière cellulaire de transition. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×20,000 2008. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, Machés F, et al : Ultrastructure of human spinal nerf root cuff in lumbar spine. Anesth Analg. 106 Jan;1(339):344-XNUMX.)

FIGURE 61. Brassard de racine nerveuse humaine. Détail de la barrière cellulaire de transition. La microscopie électronique à transmission. Grossissement ×3000. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Machés F, Pulido P, López A, De Andrés JA. Ultrastructure of Human Spinal Meninges. In : Aldrete A. Arachnoiditis, Mexico : Alfil Ed ; 2010. pp. 29-46.)

 

Les variations d'épaisseur durale le long du sac dural et les différences liées à la composante fibrillaire externe n'altèrent pas l'effet barrière qui est du ressort exclusif de la composante cellulaire.

La microscopie électronique à balayage a montré que les adipocytes mesurent 50 à 70 μm et sont similaires à ceux trouvés dans les échantillons de nerf périphérique du nerf sciatique. Le fait que les adipocytes semblent plus petits et n'ont pas de forme sphérique est probablement dû à la perte de graisse de leurs vacuoles lors de la préparation de l'échantillon. La graisse dans les coiffes radiculaires couvre des groupes d'axones radiculaires, bien que les adipocytes ne soient pas vus enfermant des axones individuellement. Cette graisse occupe partiellement ou totalement l'épaisseur de la composante fibrillaire des coiffes radiculaires.

FIGURE 62. Brassard de racine nerveuse humaine. Détail du tissu adipeux dans l'épaisseur de la coiffe de la racine nerveuse. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×50. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, López A, et al : Graisse à l'intérieur de la gaine dural des racines nerveuses lombaires chez l'homme. Rev Esp Anestesiol Reanim. 2007 May ;54(5):297-301.)

FIGURE 63. Brassard de racine nerveuse humaine. Détail des lames durales dans l'épaisseur de la coiffe radiculaire. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×150. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, Machés F, et al : Ultrastructure of human spinal nerf root cuff in lumbar spine. Anesth Analg. 2008 Jan;106(1):339-344.)

FIGURE 64. Brassard de racine nerveuse humaine. Adipocytes dans la coiffe des racines nerveuses. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×400. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, Machés F, et al : Ultrastructure of human spinal nerf root cuff in lumbar spine. Anesth Analg. 2008 Jan;106(1):339-344.)

FIGURE 65. Adipocytes sur la surface épidurale de la coiffe de la racine nerveuse. La microscopie électronique à balayage. Grossissement ×300. (Reproduit avec la permission de Reina MA, Villanueva MC, López A, et al : Graisse à l'intérieur de la gaine dural des racines nerveuses lombaires chez l'homme. Rev Esp Anestesiol Reanim. 2007 May ;54(5):297-301.)

 

TISSU ADIPEUX DANS LES PAROIS RACINAIRES ET LA CINÉTIQUE DES MÉDICAMENTS

Le tissu adipeux peut être trouvé dans l'espace péridural et à l'intérieur des manchettes des racines nerveuses. La graisse des coiffes nerveuses est en contact direct avec les axones des racines nerveuses et peut jouer un rôle dans la cinétique des substances lipophiles injectées à proximité des racines nerveuses. Le petit espace à l'intérieur des coiffes radiculaires et la grande quantité de médicaments disponibles en cas d'injection dans la coiffe peuvent exposer les éléments neuronaux à une forte concentration d'anesthésique local ainsi qu'à une propagation rétrograde vers l'espace sous-arachnoïdien.

RÉSUMÉ

Ce chapitre a décrit les caractéristiques anatomiques des méninges neuraxiales et des structures connexes et a discuté de leurs implications cliniques potentielles.

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Conseils NYSORA

  • La forme du sac dural est cylindrique et son épaisseur est variable.
  • La dure-mère est perméable et occupe 90 % de l'épaisseur du sac dural.
  • La couche arachnoïdienne est semi-perméable et régit le passage des substances.
  • Les lésions dure-arachnoïdiennes peuvent différer selon le type d'aiguille spinale.
  • Les aiguilles à pointe de crayon produisent une lésion plus destructrice, tandis que les aiguilles coupantes produisent une lésion en forme de U, bien que les tailles des deux soient similaires.
  • L'arachnoïde trabéculaire recouvre les racines nerveuses et forme des gaines arachnoïdiennes.
  • La pie mère présente des fenestrations au niveau du cône médullaire.
  • La répartition de la graisse épidurale est variable le long du canal rachidien mais est cohérente à différents niveaux vertébraux.
  • Le volume de graisse épidurale est augmenté dans la lipomatose épidurale, distribué de manière asymétrique dans la cyphoscoliose et absent dans la sténose.
  • L'« espace sous-dural » est en effet occupé par un tissu délicat composé de cellules neurothéliales spécialisées. La déchirure du compartiment sous-dural donne naissance à ce que nous appelons l'espace sous-dural.
  • Dans les coiffes radiculaires, il existe un composant cellulaire qui régit la diffusion des substances. Les coiffes radiculaires contiennent également un grand nombre d'adipocytes dans leur épaisseur.